PL EN
NOSTRZYK (MELILOTUS) – ZAPOMNIANA ROŚLINA O DUŻYM ZNACZENIU GOSPODARCZYM
 
Więcej
Ukryj
1
UR w Rzeszowie, Wydział Biologiczno-Rolniczy
Data publikacji: 26-07-2021
 
2018;(593):73–85
 
SŁOWA KLUCZOWE
STRESZCZENIE
Nostrzyk (Melilotus) jest jednym z gatunków niegdyś powszechnie uprawianych, a obecnie zagrożonych erozją genetyczną. W niniejszej pracy przedstawiono charakterystykę botaniczną, wymagania siedliskowe, warunki uprawy, a także możliwości wykorzystania gospodarczego roślin z rodzaju Melilotus. Szczególną uwagę zwrócono na dwa gatunki: nostrzyk biały (M. albus) oraz nostrzyk żółty (M. officinalis). Omówiono pozytywny wpływ gatunków na środowisko glebowe oraz możliwość ich wykorzystania jako zielonego nawozu i do rekultywacji gruntów skażonych. Przedstawiono kierunki gospodarczego wykorzystania rośliny na cele paszowe, pszczelarskie i medyczne. Nostrzyk zawiera ok. 15% s.m. białka ogólnego, w tym białka strawnego dla zwierząt gospodarskich ok. 10%. Roślina jest wysoce miododajna (200–600 kg miodu/ha). Zawartość związków kumarynowych w nostrzyku, z jednej strony ogranicza jego zastosowanie w hodowli zwierząt, z drugiej odpowiada za jej lecznicze działanie i wykorzystanie medyczne, jak również kształtuje prozdrowotne właściwości miodu nostrzykowego. Niewielkie wymagania glebowe pozwalają na zwiększenie areału uprawy nostrzyka w Polsce i lepsze wykorzystanie potencjału tej zapomnianej rośliny.
 
REFERENCJE (48)
1.
Abbasi M.R., Hosseini S., Pourakbar L., 2017. Coumarin Variation in Iran Biennial Melilotus Genetic Resources and its Relationship with Agro-morphophonological Traits. J. Crop Sci. Biotechnol. 20(2), 89–98.
 
2.
Abraham K., Wohrlin F., Lindtner O., Heinemeyer G., Lampen A., 2010. Toxicology and risk assessment of coumarin: Focus on human data. Mol. Nutr. Food Res. 54, 228–239.
 
3.
Brudzynski K., 2006. Effect of hydrogen peroxide on antibacterial activities of Canadian honeys. Can. J. Microbiol. 52, 1228–1237.
 
4.
Brudzynski K., Kim L., 2011. Storage-induced chemical changes in active components of honey deregulateits antibacterial activity. Food Chem. 126, 1155–1163.
 
5.
Brzezowska J., Dreszczyk E., 2009. Ocena przydatności roślin dla uprawy alternatywnej z wykorzystaniem typowych systemów technicznych. Inż. Rol. 1(110), 45–51.
 
6.
Bye A., King H.K., 1970. The Biosynthesis of 4-Hydroxycoumarin and Dicoumarol by Aspergillus fumigatus Fresenius. Biochem. J. 117, 237–245.
 
7.
Chorepsima S., Tentolouris K., Dimitroulis D., Tentolouris N., 2013. Melilotus: Contribution to wound healing in diabetic foot. J. Herb. Med. 3, 81–86.
 
8.
Dąbrowska-Żądło Z., 2017. Zasady uprawy nostrzyka białego. Wielkopolski Ośrodek Doradztwa Rolniczego w Poznaniu. www.wodr.poznan.pl, [dostęp: 07.03.2018].
 
9.
Dżugan M., Wesołowska M., 2016. Jakość miodów produkowanych na Podkarpaciu. Oficyna Wydawnicza „Zimowit”, Rzeszów. 60–61.
 
10.
Evans P., Thompson A.N., 2006. Jota annual sweet clover (Melilotus albus Medik.): a new salt tolerant legume for the high rainfall zone of southern Australia ‘Ground-breaking stuff’. Proceedings of the 13th Australian Agronomy Conference, Perth. Gosford, NSW, Australian Society of Agronomy. http://www.regional.org.au/au/... [dostęp: 07.03.2018].
 
11.
Głodowska M., Gałązka A., 2018. Intensyfikacja rolnictwa a środowisko naturalne. Zesz. Probl. Post. Nauk Roln. 592, 3–13.
 
12.
Głowiszyn K., 2013. Nostrzyk biały jednoroczny. Pszczelarstwo 4, 1–3.
 
13.
Habryka C., 2017. Chwasty i zioła jako surowce miododajne. Pasieka 5, 32.
 
14.
Hodun G., Podyma P., 2009. Zachowanie zagrożonych zasobów genetycznych roślin w rolnictwie. Biblioteczka Programu Rolnośrodowiskowego 2007–2013. MRiRW, Warszawa, 1, 3–11.
 
15.
Jasicka-Misiak I., Makowicz E., Stanek N., 2017. Polish yellow sweet clover (Melilotus officinalis L.) honey, chromatographic fingerprints, and chemical markers. Molecules. 22, 138–152.
 
16.
Jasińska Z., Kotecki A., 2003. Szczegółowa uprawa roślin. Wydawnictwo Akademii Rolniczej we Wrocławiu, Wrocław, 219–221.
 
17.
Kitchen J. L., Mclachln D., Hughes S., Revell D.K., 2002. Variation in coumarin concentration between lines of Melilotus sp. Anim. Prod. Aust. 24, 318.
 
18.
Klimont K., 2007. Przydatność wybranych gatunków roślin miododajnych do rekultywacji osadników wapna poflotacyjnego wzbogaconego osadami ścieków komunalnych. Biul. Inst. Hod. Aklim. Rośl. 244, 249–257.
 
19.
Klimont K., Bulińska-Radomska Z., Górka J., 2013. Możliwość wykorzystania wybranych roślin miododajnych do rekultywacji terenów po eksploatacji siarki. Polish J. Agron. 12, 17–25.
 
20.
Kołtowski W., 2005. Poprawa pożytków pszczelich. Pasieka 5, 29.
 
21.
Kostopoulou P., Parissi Z.M., Abraham E.M., Karatassiou M., Kyriazopoulos A.P., Barbayiannis N., 2015. Effect of selenium on mineral content and nutritive value of Melilotus officinalis L. J. Plant Nutr. 38, 1849–1861.
 
22.
Krzakowa M., Grzywacz E., 2010. Phenolic compounds pattern in sweet clover (Melilotus officinalis) vs white clover (M. alba) revealed by 2D TLC (two-dimentional thin-layer chromatography) and its taxonomic significance. Herba Pol. 56(3), 54–62.
 
23.
Kuraszkiewicz R., Pałys E., 2002. Wpływ roślin ochronnych na plon masy nadziemnej wsiewek międzyplonowych. Ann. UMCS Sect. E. 57, 105–112.
 
24.
Lipiński M., 2010. Pożytki pszczele. Zapylanie i miododajność roślin. PWRiL, Warszawa. 269–271.
 
25.
Luo K., Wu F., Zhang D., Dong R., Fan Z., Zhang R., Yan Z., Wang Y., Zhang J., 2017. Transcriptomic profiling of Melilotus albus near-isogenic lines contrasting for coumarin content. Sci. Rep. 7(1), 4577.
 
26.
Makarewicz A., Płaza A., Gąsiorowska B., Opatowicz N., 2016. Glycoalkaloid content in the tubers of potato manured with undersown catch crops in the integrated and organic production system. Folia. Pomer. Univ. Technol. Stetin., Agric., Aliment., Pisc., Zootech. 326(38)2, 89–96.
 
27.
Malacalza N.H., Caccavari M.A., Fag´undez G., Lupano C.E., 2005. Unifloral honeys of the province of Buenos Aires, Argentine. J. Sci. Food Agric. 85, 1389–1396.
 
28.
Muir A.D., Goplen B., 1992. Quantitative Reversed-Phase HPLC Analysis of Dicumarol in Sweetclover Hay and Silage Samples. J. Agric. Food Chem. 40, 820–823.
 
29.
Nair R.M., Whittall A., Hughes S.J., Craig A.D., Miller S.M., Powell T., Auricht G.C., 2010. Variation in coumarin content of Melilotus species grown in South Australia. New Zeal. J. Agr. Res. 53(3), 201–213.
 
30.
Pałys E., Kuraszkiewicz R., Kraska P., 2009. Następczy wpływ wsiewek międzyplonowych i roślin ochronnych na chemiczne właściwości gleby lekkiej. Ann. UMCS Sect. E. 64(4), 81–92.
 
31.
Pernal S.E., Currie R.W., 2000. Pollen quality of fresh and 1-year-old single pollen diets for worker honey bees (Apis mellifera L.). Apidologie. 31, 387–409.
 
32.
Płaza A., Gąsiorowska B., Makarewicz A., Królikowska M., 2013. Rola wsiewek międzyplonowych w systemie integrowanej i ekologicznej produkcji ziemniaka jadalnego. Biul. Inst. Hod. Aklim. Rośl. 269, 51–59.
 
33.
Płaza A., Gąsiorowska B., Makarewicz A., 2014. The effect of undersown catch crops on the weedburden and potato tuber yield. Prog. Plant Prot. 54(3), 272–275.
 
34.
Płaza A., Makarewicz A., Gąsiorowska B., Cybulska A., 2016. Wpływ warunków pogodowych i nawożenia wsiewką międzyplonową na plon i skład chemiczny bulw ziemniaka. Fragm. Agron. 33(4), 87–96.
 
35.
Pogorzelec M., 2006. Rośliny miododajne. Sądecki Bartnik, Nowy Sącz, 192.
 
36.
Program Rozwoju Obszarów Wiejskich na lata 2014–2020 z dn. 12.12.2014 r. Ministerstwo Rolnictwa i Rozwoju Wsi.
 
37.
Sazońska B., 2010. Uprawa wybranych starych gatunków roślin uprawnych. Centrum Doradztwa Rolniczego w Brwinowie, Oddział w Radomiu, 16–18.
 
38.
Sherif E.A.Al., 2009. Melilotus indicus (L.) All., a salt-tolerant wild leguminous herb with high potential for use as a forage crop in salt-affected soils. Flora, 204(10), 737–746.
 
39.
Sowa P., Grabek-Lejko D., Wesołowska M., Swacha S., Dżugan M., 2017. Hydrogen peroxidedependent antibacterial action of Melilotus albus honey. Lett. Appl. Microbiol. 65(1), 82–89.
 
40.
Sparrow S.D., Cochran V.L., Sparrow E.B., 1993. Herbage yield and nitrogen accumulation by seven legume crops on acid and neutral soils in a subarctic environment. Can. J. Plant Sci. 73, 1037–1045.
 
41.
Strzelec A., 1992. Uprawa roślin motylkowych: możliwości większego wykorzystania azotu atmosferycznego. Instytut Uprawy, Nawożenia i Gleboznawstwa, Puławy, 3–6.
 
42.
Sudnik-Wójcikowska B., 2011. Rośliny synantropijne. Multico Oficyna Wydawnicza, Warszawa, 106–107.
 
43.
Szempliński W., 2012. Rośliny rolnicze. Wydawnictwo UWM, Olsztyn, 267–296.
 
44.
Titov V.N., Mamonov A.N., 2013. Role of sweetclover and phacelia in agriculture ecology improvement for droughty left-bank areas of Saratov region. Russ. Agricult. Sci. 3, 33–36.
 
45.
Witkowska-Banaszczak E., Szymański M., Działakiewicz Ł., Bylka W., 2016. Ziele nostrzyka – działanie, zastosowanie, stan badań. Post. Fitoter. 17(2), 91–96.
 
46.
Wolf J.J., Rohrs J., 2001. The influence of physical soil conditions on the formation of root nodules of Melilotus officinali in the montane zone of Rocky Mountain National Park. Eur. J. Soil Biol. 37, 51–57.
 
47.
Wouw van de M., Kik Ch., Hintum van T., Treum van R., Visser B., 2009. Genetic erosion in crops: concept, research results and challenges. Plant Genet. Resour. C. 8(1), 1–15.
 
48.
Zhao G., Yuan Y., Chai F., Ji F., 2017. Effect of Melilotus officinalis extract on the apoptosis of brain tissues by altering cerebral thrombosis and inflammatory mediators in acute cerebral ischemia. Biomed. Pharmacother. 89, 1346–1352.
 
ISSN:0084-5477